技术干货 | 慢病毒滴度检测全攻略

在基因治疗和分子生物学研究领域，慢病毒载体因其独特的优势而被广泛应用（了解慢病毒的应用）。作为一种高效的基因递送工具，慢病毒能够将目的基因整合到分裂和非分裂细胞的基因组中，实现稳定的长期表达。然而，要确保实验的准确性和可重复性，测定慢病毒的滴度是至关重要的一步。

什么是慢病毒滴度？

慢病毒滴度是指单位体积病毒悬液中具有感染能力的病毒颗粒数量，通常以转导单位(Transducing Units/mL，TU/mL)表示。准确的滴度数据对于优化细胞感染效率，确保实验结果可重复性，避免细胞毒性，节约宝贵的病毒资源，满足临床研究的严格标准等尤为重要。

主流的慢病毒滴度检测方法概览

主流的慢病毒滴度检测方法全解析

根据检测对象和原理的不同，目前实验室常用的慢病毒滴度检测方法主要有以下几种：

1. 流式细胞术检测法（FACS）

原理：利用流式细胞仪检测表达荧光报告基因(如GFP或RFP)的阳性细胞比例，计算活性病毒滴度。

操作流程：

1. 将细胞接种到培养板中（通常为HEK293T细胞）；
2. 制备病毒梯度稀释液（如10^-1至10^-6）；
3. 用不同浓度的病毒稀释液感染细胞；
4. 感染48-72小时后收集细胞；
5. 流式细胞仪分析阳性细胞比例。

根据公式计算滴度：TU/mL = (阳性细胞比例 × 细胞数量) / 病毒用量(mL) × 稀释倍数[1]。

优势：

• 只计数功能性病毒颗粒，能准确反映病毒实际感染能力；
• 数据重复性好；
• 高通量分析[2]。

局限性：

• 需要病毒载体携带荧光报告基因；
• 仪器要求高，成本较高；
• 操作相对复杂，周期较长(3-5天) [3]。

2. qPCR法（定量PCR检测）

原理：通过定量PCR检测整合到宿主细胞基因组中的病毒特定序列(如WPRE元件)拷贝数，推算活性病毒滴度[4]。

操作流程：

1. 用病毒感染靶细胞；
2. 培养48-72小时后提取细胞基因组DNA；
3. 设计针对病毒特定序列的引物（如WPRE）和内参基因（如白蛋白基因）；
4. 进行qPCR反应，并与标准品比较；
5. 计算每个细胞中整合的病毒基因组拷贝数；
6. 换算为病毒滴度。

换算方法：每个细胞的慢病毒拷贝数 =（WPRE 拷贝数/Alb 拷贝数）× 2；

滴度（TU/ml）=（第 1 天的细胞初始数量 × 样本的每个细胞的慢病毒拷贝数）/ 使用的慢病毒体积（ml）。

优势：

• 适用于不带荧光标记的病毒；
• 检测灵敏度高；
• 操作相对标准化；
• 定量准确。

局限性：

• 需要专业qPCR设备和经验；
• 标准曲线建立要求高；
• 可能受DNA提取效率影响；
• 检测时间约24-48小时[5]。

3. p24蛋白ELISA检测法

原理：通过ELISA技术检测慢病毒颗粒中p24核心蛋白的含量，间接计算病毒颗粒数量[6,7]。

操作流程：

1. 在微量滴定板上加入病毒样品；
2. 添加p24捕获抗体进行孵育；
3. 加入生物素标记的p24二抗；
4. 添加HRP标记的链霉亲和素；
5. 加入底物显色并检测吸光度；
6. 通过标准曲线计算p24含量和病毒滴度

优势：

•  操作简便快捷(约4小时可完成)；
•  不依赖荧光报告基因；
•  重复性好；
•  设备要求低。

局限性：

• 检测的是物理颗粒数而非功能性病毒；
• 游离p24蛋白可能导致滴度偏高；
• 与实际感染能力相关性较低；
• 成本相对较高[8]。

4. 荧光显微镜计数法

原理：通过荧光显微镜直接观察和计数表达荧光蛋白的阳性细胞，估算病毒滴度[9]。

操作流程：

1. 将病毒进行梯度稀释并感染目标细胞；
2. 培养48-72小时；
3. 荧光显微镜下观察计数阳性细胞

计算公式：TU/mL = 阳性细胞数 × 稀释倍数 / 感染体积(mL)

优势：

• 设备要求较低；
• 可直观观察细胞形态和感染情况；
• 适合初步评估或小规模检测；
• 操作相对简便。

局限性：

• 统计效率低，样本量受限；
• 主观因素影响大；
• 精确度和重复性较低；
• 需要荧光报告基因[1]。

检测方法选择建议

选择合适的滴度检测方法应考虑以下因素：

当需要准确的功能性滴度时：推荐流式细胞术检测法，尤其是对于携带荧光报告基因的病毒。

当病毒不含荧光标记时：考虑qPCR法或p24 ELISA检测法。

当需要快速初步评估时：可选择p24 ELISA或荧光显微镜法。

当需要进行批量检测时：流式细胞术和qPCR法更适合高通量分析。

滴度检测中的常见问题与解决方案

1. 不同方法测得的滴度差异大

原因：各检测方法原理不同，检测的对象也不同。
解决方案：建议实验室内部选定一种方法并坚持使用，保持数据一致性。

2. 滴度低于预期原因：可能是病毒保存不当、反复冻融、感染条件不佳等。
解决方案：避免反复冻融(每次冻融会降低约50%滴度)；-80°C保存；优化感染条件。

3. 检测结果重复性差

原因：操作不标准、细胞状态不一致等。
解决方案：标准化操作流程；使用状态良好的细胞；设置多个重复。

4. 检测周期长

原因：病毒感染和基因表达需要时间。
解决方案：根据紧急程度选择合适方法；p24 ELISA最快(4小时)，但精确度较低。

发展趋势与新技术

随着基因治疗领域的快速发展，慢病毒滴度检测技术也在不断创新：

数字微滴PCR技术(ddPCR)：比传统qPCR更精确，无需标准曲线，可直接定量[10]。

表面增强拉曼光谱(SERS)：通过检测病毒颗粒的拉曼光谱特征快速测定滴度[11]。

荧光显微镜与干涉仪结合：同时测定滴度、结构和污染物水平[12]。

我们的专业服务

作为专业的基因治疗服务提供商，我们公司提供全方位的慢病毒包装和滴度检测服务：

高效包装技术：采用优化的三质粒系统，产出高滴度病毒(通常>10^8 TU/mL)。

多种滴度检测方法：提供流式细胞术、qPCR和p24 ELISA等多种检测方法。

全面的质控体系：包括滴度检测、内毒素检测、无菌检测等。

定制化服务：根据您的实验需求提供个性化方案。

技术支持：专业团队提供技术咨询和实验优化建议。

 

参考文献

[1] MD Anderson. Lentivirus titering protocol. Technical Manual. 2022.

[2] Mekkaoui L, et al. Optimised Method for the Production and Titration of Lentiviral Vectors Pseudotyped with the SARS-CoV-2 Spike Protein. Bio Protoc. 2021;11(16):e4194.

[3] Geraerts M, et al. Comparison of lentiviral vector titration methods. BMC Biotechnol. 2006;6:34.

[4] Barczak W, et al. Universal Real-Time PCR-Based Assay for Lentiviral Titration. Mol Biotechnol. 2014;57:195-200.

[5] Addgene Blog. Tips for Titering Your Lentiviral Preps. 2022.

[6] Sigma-Aldrich. Lentiviral Titer via p24 (viral coat protein) ELISA Assay. Protocol. 2022.

[7] OriGene. Lenti titer kit p24 ELISA manual. Technical Manual. 2023.

[8] Li T, et al. High-precision lentivirus titer determination and protein profiling. SCIEX Technical Note. 2023.

[9] Addgene. Fluorescence Titering Assay for Lentivirus. Protocol. 2022.

[10] Kandell J, et al. Universal ddPCR-based assay for the determination of lentivirus infectious titer and vector copy number. Mol Ther Methods Clin Dev. 2023;30:273-283.

[11] Morder CJ, et al. Determination of Lentiviral Titer by Surface Enhanced Raman Spectroscopy. Sci Rep. 2022;12:5672.

[12] Unchained Labs. Pair up lentiviral titer and structure with Leprechaun. Application Note. 2023.